Экспериментальное исследование перфузионных растворов для трансплантационных программ

В данной научно исследовательской статьи проведено изучение эффективности консервирующих растворов для трансплантационных программ. Проведено сравнение раствора Висконсинского университета (UW) и раствора гистидин- триптофан-кетоглутарат (НТК, кустадиол) в условиях острого эксперимента на лабораторных животных. Разработана принципиально новая методика оценки консервирующих растворов для трансплантационных программ. Получены данные о биохимических показателях мочи, на фоне имитированной консервации и трансплантации почки. Сегодня растворы UW (University of Wisconsin) и HTK (гистидин-триптофан-кетоглутарат), почти одинаково эффективны и являются стандартными для многоорганических или единичных процедур по консервации почек.

Введение.

В настоящее время проблема трансплантации органов и тканей сохраняет свою актуальность. В истории мировой и отечественной трансплантологии сделаны большие прорывы, но, несмотря на это, сохраняется ряд трудностей [1].

По сравнению с трансплантацией других органов, такое направление как трансплантация почки имеет более чем полувековую историю. За этот период накоплен колоссальный опыт, касающийся модернизации хирургической техники, консервации органов, совершенствования и протоколов иммуносупрессии, а также послеоперационного ведения пациентов. Уже к концу 90-х годов были современные показатели выживаемости почечных трансплантатов и реципиентов. Успехи трансплантации почки, тем не менее, привели к тому, что «листы ожидания» на операцию ежегодно неуклонно растут во всем мире [2].

Наряду с тем, что в РК первая ТП проведена в 1979 г., проблема сохраняется сегодня. В 2013 г. в ТП нуждалось около 3000 человек. По состоянию на 20.06.17 в ЛО на ТП в РК находятся 2803 взрослых человека, по состоянию на 11.04.18 - 2472 человека. Проблема сохраняется и объяснима, в частности, нехваткой доноров [5].

Однако принципы хранения и транспортировки заслуживают отдельного внимания. Одним из таких принципов является холодовая консервация, где на фоне гипотермического подавления активности катаболических и анаболических энзимов происходит консервация органа [3].

Необходимо отметить что, консервация донорских почек в основном обеспечивается за счет гипотермии, в условиях которой уменьшается метаболическая активность тканей, сохраняются запасы аденозина трифосфата (АТФ) и предотвращается образование свободных радикалов в фазу реперфузии.

Задачами ХК органов являются:

  1. снижение уровня клеточного метаболизма;
  2. поддержание целостности клеточных мембран;
  3. обескровливание органа для предотвращения внутрисосудистых тромбозов;
  4. уменьшение образования свободных радикалов кислорода.

Однако, несмотря на свойства ХК к возможности качественного консервирования органа, на сегодняшний день большинство исследователей рекомендуют максимально сокращать время холодовой ишемиит.к увеличение длительности холодовой ишемии трансплантата ассоциируется с первичным отсутствием функции печени и сердца, а также с отсроченной функцией трансплантированной почки[4]. Поэтому дополнительное применение перфузионных растворов является обязательным.

Требования к перфузионному раствору сводятся к предотвращению:

  1. отека клетки;
  2. потери энергетического запаса клетки;
  3. ацидоза клетки;
  4. образования свободных радикалов кислорода.

Растворы для перфузии органов, применяемые в США:

  1. Раствор Висконсинского университета (UW) - органы брюшной полости, сердце.
  2. HTK - (Custodiol) - органы брюшной полости, сердце.

Признанным «золотым стандартом» перфузионного раствора в США является UW. Его использует более 80% трансплантационных программ в США. Новым раствором, который появился на рынке в Европе, стал IGL.[5,6].

В отделенияхтрансплантологииРК после забора органа, промывание и консервация проводится преимущественно двумя типами растворов - раствор Висконсинского университета (UW) и раствор гистидин-триптофан- кетоглутарат (НТК, кустадиол). Большинство органов также подвергается последующей холодовой консервации, что связано с необходимостью транспортировки их в другой трансплантационный центр.

Необходимо отметить, что применение растворов Висконсинского университета (UW) и растворов гистидин- триптофан-кетоглутарат (НТК, кустадиол) при которых возможна качественная консервация органов, дискутабельна. Что и послужило целью нашего экспериментального исследования.

Цель. Дать оценку эффективности консервирующего раствора Висконсинского университета (UW) и раствора гистидин-триптофан-кетоглутарат (НТК, кустадиол) в условиях острого эксперимента на лабораторных животных. Материалы и методы исследования.

Исследование было проведено на 8 крысах, возраст -18 месяцев, массой тела 250 - 300 гр., полученных из вивария НИИ им Б. Атчабарова, со стандартным рационом питания и ухода с учетом «Правил проведения доклинических исследований, медико-биологических экспериментов и клинических испытаний в РК» (от 25 июля 2007 года N 442). Все манипуляции, проводимые на лабораторных животных, проведены с обязательным соблюдением Хельсинской декларации защиты позвоночных животных, используемых для экспериментов и других научных целей (от 1975 года и ее пересмотренного варианта 2008 г.).

Лабораторные животные (N - 6) рандомизировано поделены на 3 группы. Исследовались 2 типа растворов - раствор Висконсинского университета (UW) (первая группа, n - 3) и раствор гистидин-триптофан-кетоглутарат (вторая группа, n - 3). Третья группа лабораторных животных (n - 2) - контрольная.

Экспериментальное исследование на лабораторных животных проведено в условиях операционного блока Лаборатории экспериментальной медицины НИИ ФПМ им.Б.Атчабарова.

Всем лабораторным животным была проведена нефрэктомия. С предварительно тщательно выбритым операционным полем. Под общей анестезией (Рометар 0,3 мг/кг, в/в) проведено фиксирование лабораторных животных на станке в положении на спине.

Процедура операции включала в себя тотальную лапаротомию, гемостаз. Кишечник с брыжейкой были сдвинуты влево, впоследствии вскрыто правое забрюшинное пространство. Тупым путем из подкожной жировой клетчатки выделена почка вместе с капсулой. Почечные сосуды перевязывали и отсекали. Мочеточник выделяли дистально и отсекали. Произведена нефрэктомия. Операционная рана была накрыта стиральной салфеткой. Извлеченные почки перфузировали раствором

Висконсинского университета (UW) (n - 3) и раствором гистидин-триптофан-кетоглутарат (n - 3). Перфузия была произведена путем введения исследуемых растворов в артерию, вену и мочеточник почки через установленные в просветы сосудов периферические катетеры «Вазофикс». Далее извлеченные почки были помещены стерильный контейнер с раствором хлорида натрия 0.9%, при температуре 36.6 градусов. Гипотермия удаленных органов не была произведена, чтобы исключить влияние холодовой ишемии на удаленный орган. Экспозиция органов в стерильном контейнере составляла 15 минут для обеих групп.

После 15 минутной экспозиции, удаленные почки были извлечены из стерильного контейнера. Далее, при помощи периферического катетера, производилось шунтирование артерии удаленной почки к артерии лабораторного животного, аналогичная манипуляция произведена и с веной удаленного органа.

Время шунтирования удаленных почек составляло 10 минут, за данный промежуток времени путем канюлирования мочеточника удаленных почек была получена моча в кол-ве 1.1±0,5 мл. Полученная моча в ходе эксперимента была подвергнута биохимическому анализу (Таблица №1).

Лабораторные животные были выведены из эксперимента по методу (Алмабаев Ы.А.; Алмабаев Г.Ы, Джолдыбаева Б. Б, и др./ Способ выведения подопытных животных из эксперимента/ № патента: 11756).

Результаты.

Методы статистической обработки основывались на использовании пакета статистических программ R 3.4.4 для Windows.

Результаты экспериментальных исследований анализировались с применением методов вариационной статистики (Бенсман В.М. Облегченные способы статистического анализа в клинической медицине. - Краснодар: издательство КГМА, 2002 - 32 с.). Оценка достоверности проводилась с использованием критерия Стьюдента (t) для малых выборок и величины вероятности (р). Различия оценивали как достоверные при значениях степени вероятности р<0,05.

Исходя из полученных данных (таблица 1), биохимические показатели мочи у контрольной группы лабораторных животных соответствуют нормальному состоянию почечной паренхиме.

Таблица 1 - Биохимические показатели мочи крыс

Исследуемые показатели

Контрольная группа

Раствор Висконсинского

университета (UW)

Раствор гистидин-

триптофан-кетоглутарат

Кол-во мочи, мл.

2,0±0,5

1,0±0,3

0,9±0,5

Белок, г/л

0,65±0,19

0,79±0,24

0,84±0,15

Мочевина, ммоль/л

415±49

489±79

501±67

Глюкоза, ммоль/л

<6

<9

<8

Калий, г/л

2,23±0,24

4,1±0,84

4,5±0,56

Натрий, г/л

0,37±0,16

0,87±0,37

0,92±0,42

Уробилиноген, мкмоль/л

<17

<29

<31

рн

6,4±0,5

6,9±0,4

7,0±0,6

Билирубин, мкмоль/л

<5

<9

<15

Кетоновые тела,ммоль/л

<1

<8

<7

Данные полученные в ходе биохимического анализа мочи для оценки способности почек отфильтровывать из крови и выделять в мочевые пути продукты распада, образующиеся в ходе метаболических процессову второй и третьей группы, показывают о состоятельностифункции почек после 15 минутного изолирования от организма.

Однако, несмотря на хорошие результаты, превышение показателя мочевины во второй (489±79 ммоль/литр) и третьей (501±67ммоль/литр) группы по сравнению с контрольной, говорит о недостаточной выделительной работе почек и нарушении фильтрации.

Вывод.

Говоря об эффективности применяемых растворов, следует рассматривать их общие и отдельные эффекты. В собирательном понимании наиболее высокую эффективность показал раствора Висконсинского университета (UW), однако, сравнения показателей анализа мочи в исследуемых группах (второй и третьей) при помощи парного теста Стьюдента не обнаружили значимых различий. Вместе с тем, дальнейшего изучения их отдельные свойства: стимуляция диуреза, мембранопротекторные свойства, а также морфофункциональные данные в динамике. Сегодня растворы UW (University of Wisconsin) и HTK (гистидин- триптофан-кетоглутарат), почти одинаково эффективны и являются стандартными для многоорганических или единичных процедур по консервации почек.

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Никоненко А. С. Здоровье Казахстана Третьего Тысячелетия // Медицина. - 2015. - № 8(39). - С. 71-78.
  2. Шаршаткин А.В. Клинические и хирургические аспекты трансплантации почки от живого родственного донора: автореф. дисс. ... д-р.мед.наук - М., 2009. - 144 с.
  3. Agarwal A., Murdock P., Fridell J.A. Comparison of histidine-tryptophan ketoglutarate solution and University of Wisconsin solution in prolonged cold preservation of kidney allografts // PubMed. -2006.-№81(3).-Р. 480-482.
  4. Мухина Н.А. Национальное руководство по нефрологии. - М.: ГЭОТАР-Медиа, 2009. - 716 с.
  5. Готье С.В., Мойсюк Я.Г., Хомяков С.М., Ибрагимова О.С. Органное донорство и трансплантация в Российской Федерации в 2011 г. IV сообщение регистра Российского трансплантологического общества // Вестник трансплантологии и искусственных органов. -2012.- №14(3). - С. 6-18.
  6. Баймаханов Б.Б., Кыжыров Ж.Н., Сахипов М.М., Чорманов А.Т., Ибрагимов Р.П., Байдаулетов Ж.Ж., Стамкулов Ф.Т. Совершенствование технологии трансплантации родственной почки // Вестник КазНМУ. - 2013. - №1. - С. 199-201.
Год: 2018
Город: Алматы
Категория: Медицина